Ruolo dei lieviti nell’espressione aromatica dei vini

Gli aromi dei vini

I composti aromatici nei vini, costituiti da alcune centinaia di sostanze volatili a basse concentrazioni, rappresentano l’espressione varietale e territoriale che le uve acquisiscono nel corso della loro maturazione. Esistono, infatti, numerose sostanze che sono influenzate dalla varietà dell’uva, dal tipo di terreno, dal clima e dalle pratiche vinicole. A queste se ne aggiungono altre provenienti dai processi biochimici prefermentativi, dal metabolismo dei microrganismi fermentativi e dalle reazioni chimiche che avvengono durante la fase di affinamento del vino. Queste sostanze giocano un ruolo fondamentale nella qualità e nella tipicità che contraddistinguono un vino.

Gli aromi dei vini possono essere distinti in tre categorie (Figura 1):

  • Primari: provenienti dall’uva e dal suo grado di maturazione;
  • Secondari: provenienti dall’attività fermentativa prodotta dai lieviti;
  • Terziari: provenienti dall’invecchiamento del vino.
Classificazione degli aromi presenti nei vini
Figura 1: Aromi primari, secondari e terziari dei vini (Fonte: cartizzepdc.com)

I vini aromatici per eccellenza afferiscono alla classe del Moscato, delle Malvasie, del Brachetto e del Traminer aromatico. Esistono anche vitigni semiaromatici, che, pur avendo un patrimonio aromatico riconducibile agli aromi primari facilmente riconoscibile, non sviluppano un’ampia intensità. Tra le uve semiaromatiche troviamo il Riesling, il Sauvignon Blanc, lo Chardonnay, il Merlot, e il Cabernet Sauvignon. Infine, nelle uve cosiddette neutre, gli aromi primari non raggiungono concentrazioni sufficienti per essere ricondotti a composti chiave della loro tipicità; per questo motivo la loro caratterizzazione olfattiva può risultare molto difficile. Fanno parte delle uve neutre ad esempio il Trebbiano, il Sagrantino, il Nerello, la Corvina, il Nebbiolo, il Gaglioppo, la Barbera, il Refosco e il Sangiovese.

Classificazione degli aromi

I Terpeni

Rappresentano una famiglia di circa 4.000 sostanze, normalmente presenti nei vegetali, la cui funzione è quella di difendere le piante da parassiti e predatori e di proteggere i cloroplasti dallo stress termico ed ossidativo. L’isoprene, infatti, il precursore terpenico, si forma nei cloroplasti a partire dalla CO2 e viene rilasciato dalle foglie delle piante alle alte temperature per stabilizzare le membrane fotosintetiche.

Fanno parte di questa famiglia i monoterpeni (Figura 2), sotto forma di idrocarburi che rappresentano la nota olfattiva più immediata, aldeidi, alcoli, acidi ed esteri, e i sesquiterpeni formati da due e da tre unità isopreniche. Questi composti, la cui sintesi avviene attraverso la via dell’acido mevalonico, a partire da isopentil pirofosfato (IPP) e dimetilallil pirofosfato (DMAPP), concorrono nella determinazione dell’aroma “moscato” tipico di alcune varietà di uva come il Gewurztraminer, Moscato bianco, Riesling renano e Muller-Thurgau. La biosintesi dei monoterpeni è associata al gene VvDXS, che codifica per l’enzima 1-deossi- d -xilulosio-5-fosfato sintasi, posizionato sul cromosoma 5. 

Formule di struttura di alcuni aromi appartenenti ai monoterpeni
Figura 2: Struttura dei monoterpeni e dei monoterpenoidi (Fonte: Frauke Lüddeke et al. 2012)

Il contenuto terpenico nell’uva tende ad aumentare fino al momento della completa maturazione dell’acino per poi diminuire; mentre la surmaturazione dell’uva e l’invecchiamento del vino causano una diminuzione di queste sostanze. I principali monoterpenoli e polioli terpenici all’interno dell’acino d’uva si trovano nella forma di glicosidi con glucosio, arabinosio, ramnosio e apiosio. I precursori aromatici volatili si presentano, quindi, sia liberi che legati glicosidicamente con gli zuccheri. La buccia solitamente contiene monoterpenoli liberi, come il geraniolo e il nerolo; mentre nella polpa si riscontrano maggiormente monoterpenoli legati.

L’aroma terpenico risulta essere percettibile nel momento in cui è presente un enzima, ovvero la β-glucosidasi, in grado di liberare alcuni terpenoli odorosi partendo da eterosidi non odorosi (enzima che risulta, peraltro, poco efficace in presenza di zuccheri nel mosto o nel vino). La forma legata può essere, quindi, rilasciata dall’azione di tale enzima che può trovarsi sia nel lievito che nell’uva, oppure può essere estratto a livello industriale, ed utilizzato in vinificazione, da diversi microrganismi.  

I Norisoprenoidi

Derivano dalla degradazione ossidativa dei carotenoidi, come carotene, luteina, neoxantina e violaxantina, e possono suddividersi in due gruppi: megastigmani e i non megastigmani. Hanno un ruolo importante nell’aroma di molte varietà di vino tra cui Semillon, Sauvignon blanc, Chardonnay, Merlot, Syrah e Cabernet Sauvignon. Tra i megastigmani (Figura 3) si annoverano il β-damascenone, che ha un profumo complesso di fiori, frutti esotici e composta di mele, e il β-ionone, che ha un profumo di violetta, entrambi con soglie di percezione molto basse. Tra i non megastigmani, un ruolo molto importante lo riveste il TDN (1,1,6-trimetil-1,2-diidronaftalene) nella formazione della nota di cherosene di alcuni vini invecchiati, gli actinidioli e i VTP (vitispirani isomerici) che possiedono odore di canfora.

L’esposizione alla luce solare, la rimozione delle foglie e il microclima dei grappoli possono alterare significativamente le concentrazioni di norisoprenoidi nell’uva e nei vini. In particolare rimuovendo tutte le foglie laterali e primarie, si sono osservate le più alte concentrazioni di TDN e vitispirani. Di contro, l’ombreggiamento senza defogliazione favorisce elevate concentrazioni di β-damascenone, come anche il numero di strati fogliari è correlato con la concentrazione di norisoprenoidi. 

Il profilo dei carotenoidi dell’uva, il processo di fermentazione e le condizioni di conservazione del vino sono fattori determinanti per l’aroma del vino. I carotenoidi svolgono un importante ruolo fotoprotettivo nel tessuto vegetale eliminando l’ossigeno singoletto, un potente ossidante che può danneggiare le membrane cellulari e le proteine, oppure agendo sulla clorofilla. L’enzima deputato all’ossidazione enzimatica dei carotenoidi è la carotene ossigenasi. Enzima che viene codificato dal gene CCD1 la cui attivazione avviene circa una settimana prima dell’invaiatura per alcune varietà di vite.

Formule di struttura di alcuni aromi appartenenti ai Norisoprenoidi
Figura 3: Struttura dei Norisoprenoidi (Fonte: Maria Manuela Mendes-Pinto, 2009)

Le Metossipirazine

Le 3-alchil-2-metossipirazine (Figura 4), tra cui la 3-isobutil-2-metossipirazina (IBMP), la 3-isopropil-2-metossipirazina (IPMP) e la sec-butil-2-metossipirazina (SBMP), conferiscono le caratteristiche sensoriali del peperone, asparagi o piselli. Questo gruppo di sostanze, la cui soglia di percezione è molto bassa, è riscontrabile tipicamente su Cabernet sauvignon, ma anche su Sauvignon blanc, Cabernet franc, Merlot, Pinot grigio, Chardonnay, Riesling ed altre. Il sentore erbaceo caratterizzante questi composti è inversamente proporzionale allo stato di maturazione delle uve. Il contenuto di alchil metossipirazine nel vino dipende dalla composizione dell’uva, dalle pratiche viticole e dalle modalità di intercettazione della luce da parte del grappolo.

I geni che codificano gli enzimi in grado di metilare le idrossipirazine, identificati nel Cabernet Sauvignon, sono VvOMT1 e VvOMT3. In particolare il gene VvOMT3 codifica per l’enzima O-metiltransferasi, coinvolto nella sintesi della IBMP. L’espressione genica è più alta tra le 4 e le 8 settimane dopo la fioritura mentre raggiunge livelli più bassi dopo l’invaiatura, in coincidenza con l’accumulo di metossipirazine negli acini.

Formule di struttura di alcuni aromi appartenenti alle Metossipirazine
Figura 4: Struttura delle Metossipirazine (Fonte: vinoeviticoltura.altervista.org)

I Tioli

I composti tiolici, detti anche composti solforati o mercaptani, rientrano nell’aroma tipico di alcune varietà di frutti e di uva. Questi composti sono presenti anche in vini derivanti da varietà come Sauvignon blanc, Gewürztraminer, Riesling, oltre che in vini rossi Cabernet sauvignon, Merlot, e Syrah. Tra i principali composti tiolici si riscontrano: il 4-mercapto-4-metil-pentan-2-one (4MMP), il 3-mercapto-esan-1-olo (3MH) e l’acetato di 3-mercapto-esile (A3MH), responsabili delle note di bosso (4MMP, A3MH), di ginestra (4MMP), di pompelmo (3MH) e di frutto della passione (3MH, A3MH). Le note di tostato e grigliato, sono imputabili alla presenza del 2-mercaptoetilacetato e 3-mercaptopropilacetato. Altri tioli riscontrabili sono il 4-metil-4-sulfanilpentan-2-one (4MSP) e il 3-sulfanilesan-1-olo (3SH). Sembra che S-3-(esan-1-olo)-L-cisteina, sia il precursore del 3-mercaptoesan- 1-olo, e che la S-3-(esan-1-olo)-L-cisteina nell’uva sia prodotta dal catabolismo dell’S-3-(esan-1-olo)-glutatione. Pertanto il glutatione svolge un ruolo fondamentale nell’acino d’uva per garantire la formazione S-3-(esan-1-olo)-L-cisteina (Figura 5).

Formazione di tioli 3SH negli acini
Figura 5: Percorso ipotetico del precursore glutationilato (Glut-3SH) e del precursore cisteinilato (Cys-3SH) del 3SH negli acini d’uva (Fonte: Peyrot Des Gachons et al. 2002)

Anche la concentrazione di azoto nella pianta di vite ha una incidenza positiva sulla quantità di 3SH (i cui geni deputati alla sua formazione sono: VviGST3VviGST4 e VviGGT) e del suo precursore (Glut-3SH) negli acini d’uva e nel mosto. Sembra inoltre che i due precursori principali (S-3-(esan-1-olo)-l-cisteina e S-3-(esan-1-olo)-l-glutatione) del 3-sulfanilesanolo (3SH, precedentemente chiamato 3-mercaptoesanolo) identificati nel succo d’uva, non sempre hanno una correlazione con le concentrazioni di 3SH nei vini. Ciò indica la presenza di altri composti associati alla caratterizzazione aromatica; infatti, S-3-(esanale)-glutatione (Glut-3SH-Al) e il suo addotto bisolfito (Glut-3SH-SO3), identificati nel succo d’uva Sauvignon blanc, hanno queste prerogative.

Il 4MMP e il 3MH sono presenti nei mosti sotto forma di precursori non volatili S-coniugati alla cisteina e vengono liberati dall’attività della β-liasi dei lieviti durante la fermentazione alcolica. Il rilascio enzimatico di tioli aromatici da precursori cisteinilati non volatili derivati ​​dall’uva (Cys-4MMP e Cys-3MH) e l’ulteriore modifica degli stessi (conversione di 3MH in 3MHA) durante la fermentazione, esaltano i caratteri varietali di vini come il Sauvignon Blanc. Inoltre il 3MH viene parzialmente convertito in 3-mercaptoesilacetato (3MHA) dagli enzimi alcool aciltransferasi dei lieviti. La produzione 3MH è quindi gestita dal lievito ed in particolare dal gene STR3 che se sovraespresso porta ad un aumento del rilascio di questa molecola.

I tioli, di contro, sono facilmente ossidabili, il semplice contatto con l’ossigeno atmosferico comporta una perdita aromatica piuttosto importante specie in vini quali il Sauvignon blanc caratterizzato da aromi tiolici prevalenti. Anche il rame è un ossidante, infatti i trattamenti a base rameica eseguiti in vigneti di Sauvignon, causano una netta diminuzione della tipicità aromatica nei vini di questa varietà. Inoltre, alcuni mercaptani, sono anche causa di difetti organolettici dei vini. In particolare l’etil-mercaptano e il metil-mercaptano, detti anche etantiolo e metantiolo, possono formarsi durante la fermentazione.

I Fenilpropanoidi

I fenilpropanoidi volatili, come feniletanolo, fenilacetaldeide, benzaldeide e benzilacetato, sembrano derivare da l-fenilalanina, che si forma attraverso la via dell’acido shikimico nei plastidi, come anche una via ulteriore attraverso il fenil piruvato. Donano al vino note balsamiche e speziate e uno dei più interessanti è il metil antranilato, considerato responsabile del caratteristico aroma e sapore “foxy” dell’uva Washington Concord. Un’altra fonte di accumulo di fenilpropanoidi deriva dalle botti di rovere utilizzate per la fermentazione e/o l’affinamento dei vini.

Metabolismo del lievito

Il ruolo dei lieviti nella fermentazione alcolica è stato stabilito da Pasteur nel 1860. Sulle uve, la popolazione indigena di questi miceti è normalmente presente e tende ad aumentare nel corso della maturazione, passando da 10 2 –10 3 ufc/g sugli acini immaturi a 10 3 –10 6 ufc/g sugli acini maturi.

In enologia i lieviti sono degli ascomiceti generalmente appartenenti al genere Saccharomyces, la cui selezione si basa sulla determinazione dei caratteri enologici, ovvero: potere e vigore fermentativo, resistenza alla SO2, sviluppo ad alte e basse temperature, carattere killer, modalità di sviluppo, e dei caratteri tecnologici, cioè la produzione di composti secondari come il glicerolo, l’acido acetico, il β-feniletanolo ed altri, la produzione di composti solforati, l’azione sull’acido malico e le attività enzimatiche.

Il processo fermentativo non si basa sulla semplice trasformazione degli zuccheri in etanolo e CO2, ma è un processo molto complesso dove l’azione del lievito contribuisce a conferire al vino le sue caratteristiche qualitative. In particolare, mentre con il metabolismo primario il lievito produce metaboliti essenziali di tipo energetico, l’attività derivante dal metabolismo secondario porta alla formazione di composti secondari, che hanno una funzione di difesa e protezione, e alla creazione di un ambiente di fermentazione favorevole all’attività fermentativa stessa. Durante la fermentazione alcolica, quindi, si può stimolare il potenziale del lievito, ottimizzando il suo metabolismo secondario nella produzione di composti aromatici fermentativi e stimolando la conversione dei precursori aromatici delle uve (Figura 6).

Metabolismo dei composti aromatici
Figura 6: Metabolismo dei composti aromatici dei lieviti (Fonte: Eder M. et al., 2018)

I precursori aromatici, sostanze inodore il cui aroma viene liberato nel corso della fermentazione alcolica, sono: glicosidi, glutatione-S-coniugati, cisteina-S- coniugati, dimetil solfuro (DSM) e altre molecole non volatili (Figura 7).

Precursori specifici di molecole aromatiche
Figura 7: Precursori aromatici e sviluppo degli aromi nel vino (Fonte: Ferreira V. and Lopez R., 2019).

La produzione di composti aromatici da parte del lievito, soprattutto esteri, dipende in larga parte dalla quantità di azoto prontamente assimilabile (APA) presente nel mosto, sotto forma amminica e ammoniacale. Il fabbisogno di azoto da parte del lievito, dipende dal ceppo considerato, ma anche dalla concentrazione iniziale degli zuccheri nel mosto. Se consideriamo un mosto che potenzialmente potrebbe produrre un vino con una gradazione alcolica di 13-14%, al lievito servono circa 180-210 mg/L di azoto assimilabile.

E’ possibile somministrare nutrienti azotati al mosto sotto forma di amminoacidi oppure come ammonio quaternario (NH4+). I lieviti usano prima l’ammonio e, solo successivamente, gli amminoacidi. Per cui se trovano ammonio in abbondanza nelle prime fasi della fermentazione alcolica, non utilizzano gli amminoacidi e, di conseguenza, non si formano esteri e alcoli superiori o si formano in quantità ridotte. Mentre, somministrando amminoacidi nelle prime fasi fermentative il lievito, dopo aver consumato l’azoto ammoniacale già presente naturalmente nel mosto, è costretto ad utilizzare l’azoto amminoacidico favorendo quindi la produzione di composti odorosi. Anche gli aminoacidi aromatici fenilalanina, tirosina e triptofano possono essere consumati ma sono meno preferibili e sono responsabili della produzione di alcoli aromatici superiori, come  triptofolo, tirosolo e di metil-mercaptano e indolo.

Metabolismo del lievito: produzione di terpeni e composti tiolici

I metaboliti secondari, rappresentati da terpeni, acidi organici, fenoli, steroli ed altri, che rientrano peraltro tra i caratteri tecnologici ricercati nei lieviti enologici, sono tra i responsabili degli aspetti qualitativi ed aromatici dei vini (Figura 8).

Produzione di aromi dal metabolismo secondario del lievito
Figura 8: Monoterpeni e tioli prodotti dal metabolismo secondario del lievito (Fonte: Padilla et al., 2016).

I composti aromatici a base terpenica di alcuni vitigni sono presenti nell’acino sia in forma libera che legati a zuccheri come glicosidi, l’azione del lievito o di alcuni microrganismi che producono β–glucosidasi, attraverso il metabolismo secondario, permettono di liberare tali aromi varietali dai precursori. Ad esempio, la glucosidasi derivata dall’Aspergillus niger rilascia i monoterpeni legati all’α-L-ramnosio o α-L-arabinofuranosio o β-apiosio migliorando il profilo aromatico del vino. L’uso dell’enzima endoglucanasi favorisce un aumento di 1-Octanol, etil-3-idrossibutanoato, etil-3-idrossibutanoato, linalolo, acido esanoico e acido ottanoico. L’uso della β–glucosidasi da Debaryomyces pseudopolymorphus favorisce anche un rilascio di terpeni dalla forma legata; mentre la xilanasi da Aspergillus nidulans ricombinante aumenta l’aroma fruttato.

Inoltre anche lieviti non Saccharomyces, come i generi Candida, Debaryomyces, HanseniasporaKloeckera, Kluyveromyces, Metschnikowia, Pichia, Saccharomycodes, Schizosaccharomyces e Zygosaccharomyces possono produrre β-D-glucosidasi, come anche i generi Torulaspora, Brettanomyces e Trichosporon (Figura 9). In particolare si segnala Hanseniaspora vineae 1471, caratterizzato come un forte produttore di 2-feniletil acetato nel vino, come anche la produzione di terpeni provenienti da β-D-glucosidasi di Hanseniaspora sp. e Pichia anomala in mosti e vini e diversi ceppi di Torulaspora delbrueckii.

Aromi prodotti da lieviti non Saccharomyces
Figura 9: Composti aromatici prodotti da lieviti non Saccharomyces (Fonte: Carpena M et al. 2020)

Le differenti specie di lievito svolgono un ruolo importante nella modulazione anche della concentrazione di TDN nel vino dopo un certo periodo di invecchiamento; i livelli di vinilfenoli possono essere molto ridotti e possono aumentare il linalolo e il geraniolo nei vini giovani. Si è visto, quindi, che terpeni come il linalolo e il geraniolo hanno origine fermentativa. I ceppi di lievito S. cerevisiae possono modulare efficacemente l’aroma varietale, attraverso specifiche attività enzimatiche che agiscono sugli acidi fenolici dell’uva e sui precursori aromatici norisoprenoidi e possono essere specificamente utilizzati per mitigare alcuni odori sgradevoli legati all’invecchiamento. 

Anche i tioli volatili presenti nel mosto d’uva sono generati attraverso il metabolismo secondario dei lieviti durante la fermentazione alcolica da precursori inodori e non volatili attraverso l’enzima β-liasi. È stato sopradescritto il ruolo nell’uva di 4MMP e 3MH coniugati alla cisteina o al glutatione. Il ceppo di lievito gioca un ruolo essenziale per quanto riguarda la capacità di rilascio dei tioli ed esiste anche un ampia differenza per tale attitudine tra lieviti del genere Saccharomyces e non.

Sembra che ceppi non Saccharomyces abbiano una maggiore capacità di rilasciare 3MH rispetto a 4MMP. Infatti, un ceppo di lievito da vino ingegnerizzato con il gene tnaA di Escherichia coli, che codifica per una triptofanasi con una forte attività cisteina-beta-liasi, rilascia fino a 25 volte più 4MMP e 3MH rispetto al ceppo di controllo. I vini prodotti con il ceppo ingegnerizzato mostrano un intenso aroma di frutto della passione. Quindi, l’impatto dei lieviti non Saccharomyces sui mosti non è sempre negativo. Alcuni di essi, peraltro, appartenenti alle specie: Metschnikowia pulcherrima, Torulaspora delbrueckii e Kluyveromyces thermotolerans, possono rilasciare 4-metil-4-sulfanilpentan-2-one (4MSP) e 3-sulfanilesano-1-olo (3SH) in terreno di coltura e mosto di Sauvignon Blanc. Mentre l’impatto dei non Saccharomyces sul rilascio di 4MSP in entrambi i terreni è basso, alcuni ceppi hanno una capacità di rilasciare 3SH, nonostante una minima attività fermentativa. 

Metabolismo del lievito: produzione di alcoli ed esteri

Differenze significative esistono anche nella produzione di alcoli e dei rispettivi esteri. Come per i tioli anche per gli alcoli esiste una differente capacità di produzione a seconda del ceppo di lievito. Gli alcoli superiori si ottengono attraverso reazioni cataboliche partendo dagli amminoacidi mediante un processo noto come reazione di Ehrlich (Figura 10) e contribuiscono alla complessità aromatica del vino a concentrazioni inferiori a 300 mg/L; ma a concentrazioni superiori a 400 mg/L, sembrano avere un effetto negativo sull’aroma. I principali alcoli superiori sono l’1-propanolo, l’isobutanolo e l’alcol isoamilico, i precursori di alcoli aromatici come 2-feniletanolo (alcol aromatico con profumo simile alla rosa) e tirosolo. Oltre a Saccharomyces cerevisiae anche Hanseniaspora uvarumCandida zemplinina e Pichia anomala sono considerati produttori di alcoli superiori, H. osmophila produce alti livelli di 2-feniletanolo e alcool isoamilico, mentre C. zemplinina sintetizza 2-feniletile, glicerolo e basse quantità di etanolo e acido acetico.

Percorso di Ehrlich
Figura 10: Il percorso di Ehrlich
Il catabolismo degli amminoacidi aromatici (Phe, Tyr e Trp), degli amminoacidi a catena ramificata (Leu, Val e Ile) e degli amminoacidi contenenti zolfo (Met) porta alla formazione di acidi e alcoli particolari (A). 
Sono mostrati i geni che codificano gli enzimi coinvolti in ogni fase. 
Il catabolismo della fenilalanina attraverso la via di Ehrlich porta alla formazione di feniletanolo e fenilacetato (B). (Fonte: Belda et al., 2017
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I principali esteri prodotti dal lievito (Figura 11) sono acetato di isobutile, acetato di amile, acetato di esile, acetato di etile (aroma fruttato), acetato di isoamile (aroma di banana) e 2-feniletil acetato (2PA), descritto per fornire aromi di miele, fruttati e floreali al vino. L’estere principale nel vino è l’acetato di etile e può conferire un carattere di deterioramento a livelli di 150-200 mg/L. Diverse specie di lievito producono esteri tra cui S. cerevisiae ma anche specie non saccharomyces come CandidaHansenula e Pichia attraverso meccanismi enzimatici specifici. Un lievito particolarmente interessante per la produzione di esteri, come il feniletil propionato (aroma floreale), è Kazachstania gamospora, la cui capacità produttiva è superiore rispetto al ceppo di controllo di S. cerevisiae.

Formazione degli esteri
Figura 11: Mappa metabolica semplificata della formazione degli esteri (Fonte: Belda et al., 2017).

Metabolismo del lievito: le cofermentazioni

Le cofermentazioni tra saccaromiceti e non, sembrano dare una complessità aromatica maggiore al vino rispetto al singolo S. cerevisiae, influenzando, peraltro, la disponibilità dei nutrienti per S. cerevisiae durante la fermentazione; infatti i vini ottenuti in cofermentazione presentano un profilo chimico più complesso rispetto ai vini monovarietali. Alcuni lieviti non Saccharomyces (Torulaspora delbrueckii, Metschnikowia pulcherrima, Lachancea thermotolerans, Zygosaccharomyces bailii, Williopsis pratensis e Candida zeylanoides) in fermentazione sequenziale con S. cerevisiae tendono a produrre maggiore etanale e glicerolo e minore acidità volatile rispetto a quelli inoculati solo con S. cerevisiae.

Hanseniaspora guilliermondii, in cofermentazione con S. cerevisiae, influenza l’espressione di vari geni associati a composti aromatici attivi che potrebbero essere alla base delle differenze ottenute sui profili aromatici dei vini. Infatti l’aumento dei livelli di alcoli superiori e degli esteri nei vini a fermentazione mista è in linea con la maggiore espressione della maggior parte dei geni coinvolti nel loro metabolismo osservata in queste condizioni, rispetto all’espressione registrata nelle culture singole.

Torulaspora delbrueckii, inoculata sequenzialmente con Saccharomyces cerevisiae, favorisce la produzione di vini bianchi dotati di una maggiore intensità e complessità aromatica rispetto ai vini derivanti da una fermentazione con monocoltura. Anche ceppi di H. uvarum (anamorfo Kloeckera apiculata) in coltura mista (co-inoculazione) con S. cerevisiae possono contribuire a migliorare la qualità organolettica del vino riducendo, peraltro, l’acidità volatile. Appartiene ai lieviti enologici non Saccharomyces anche il lievito Pichia anomala (anamorfo Candida pelliculosa), anch’esso con capacità di interazione sull’aroma del vino mediante la produzione di composti volatili. Rhodotorula mucillaginosa, altro lievito non Saccharomyces, possiede un’elevata attività glicosidasica extracellulare producendo terpeni e altri composti aromatici come β-damascenone, β-terpineolo, geraniolo, citronellolo, linalolo; come anche Candida pulcherrima/M. pulcherrima è produttore di terpeni, tioli ed esteri.

Metabolismo del lievito: analisi genetica

La selezione ed il miglioramento genetico di lieviti, e come questi possono interagire con la componente aromatica dei vini, richiede, come primo presupposto, la costituzione di una collezione di ceppi con un alto grado di variabilità genotipica e fenotipica. Solo successivamente, attraverso un programma di miglioramento genetico è possibile costituire dei ceppi che presentino le caratteristiche desiderate. La costituzione di nuovi ceppi è possibile attraverso l’incrocio fra ceppi parentali appartenenti alla stessa specie, diversamente la progenie è sterile e non suscettibile di ulteriori miglioramenti per via sessuale. È pertanto condizione necessaria attribuire, in modo preciso, i ceppi alle rispettive specie di appartenenza. E’ importante, quindi, identificare correttamente, con procedure molecolari, i ceppi isolati e descritti fenotipicamente da altre unità operative. L’identificazione a livello di ceppo è necessaria per stabilire in modo preciso che non sia stato isolato più volte lo stesso ceppo dai mosti e dai vini esaminati.

Il punto di partenza è rappresentato dalla determinazione del cariotipo, in altre parole la separazione elettroforetica dei cromosomi interi. Questa tecnica è particolarmente efficace per l’identificazione dei ceppi appartenenti al genere Saccharomyces. Sono impiegate tecniche di PCR/RFLP di diverse regioni del DNA ribosomiali, in particolare sono esaminati i frammenti di restrizione delle regioni ITS, NTS, che sono regioni conservate e permettono di discriminare ceppi appartenenti a specie diverse all’interno del genere Saccharomyces.

Una tecnica di differenziazione dei ceppi è possibile attraverso lo studio delle regioni interdelta. Le regioni interdelta, pur essendo costituite da nucleotidi diversi, hanno sempre un inizio ed una fine identici, che vanno a costituire le regioni primer del frammento, che potrà così essere riconosciuto durante il ciclo di amplificazione. L‘amplificazione diretta e la successiva elettroforesi del prodotto PCR delle regioni interdelta producono un pattern complesso utile per la discriminazione a livello di ceppo. Il risultato che si potrebbe attendere è una precisa e puntuale identificazione dei ceppi a livello di specie, nonché la possibilità di individuare in modo preciso, attraverso l’amplificato della regione interdelta, se ed in che misura da un mosto in fermentazione siano state isolate più copie dello stesso ceppo.

L’analisi genetica condotta su S. cerevisiae permette di comprendere le proprietà funzionali dell’attività fermentativa, scoprendo differenze, tra i diversi ceppi, nei profili di trascrizione, proteine ​​e metaboliti e chiarendo la base ereditaria di queste differenze. L’analisi della funzione del gene “fermentoma”, ad esempio, (cioè proteine ​​che codificano per una fermentazione rapida e completa) mostra che le proteine ottenute dai singoli geni sono coinvolte nell’adattamento e nella risposta a diverse condizioni di stress, regolazione dell’autofagia, vie di segnalazione della disponibilità di fonti di carbonio, trasporto di cationi, ecc. (Figura 12). 

Geni che producono proteine ​​che codificano per una fermentazione rapida e completa
Figura 12: Geni chiave del “fermentoma” (Fonte: Eldarov MA et al., 2016)

La capacità di produrre sostanze aromatiche da parte dei lieviti enologici è un carattere ereditabile nella progenie ed è frequentemente poligenico. Spesso, la presenza di queste molecole odorose è determinata da più loci nei tratti quantitativi, cioè regioni legate a determinati tratti fenotipici. Infatti per alcuni terpeni esistono 51 loci nei caratteri quantitativi (QTL) associati a linalolo, α-terpineolo, nerolo e geraniolo. E’ noto che la fenilalanina favorisce la produzione da parte del lievito di 2-feniltenalo e di 2-feniletil acetato (aroma di rosa e floreale). Alte concentrazioni di fenilalanina inducono, in ceppi di S. cerevisiae resistenti, una maggiore produzione di tali aromi, dovuto ad una mutazione dei geni ARO4 e TYR1 facenti parte della via biosintetica degli amminoacidi aromatici.

Eseguita la mappatura dei locus dei caratteri quantitativi (QTL) su S. cerevisiae, 13 geni in 9 QTL e di questi, cinque (AGP1 , ALP1 , FAS1 , ILV6 e LEU9), coinvolti nell’assorbimento e nel metabolismo dell’azoto, hanno una incidenza sulla formazione dell’aroma fermentativo del lievito. Inoltre è confermato il carattere fruttofilo dell’allele MTF2621 di HXT3, come per altri 7 geni, ovvero AGP2, IXR1, MAE1, NRG1, RGS2, RGT1e SIR2, che contribuiscono alla formazione di aromi fermentativi.

Il controllo della formazione e della modificazione dell’aroma del vino è un elemento essenziale per favorirne qualità e conservabilità; è importante quindi conoscere le molecole responsabili dell’aroma, i suoi costituenti atomici, i percorsi di biosintetici, come anche i precursori aromatici e gli enzimi deputati alla loro liberazione. Attraverso tali conoscenze è possibile applicare in vigna, attraverso piani di concimazione, potatura invernale e verde, sistemi di allevamento, trattamenti fitosanitari, irrigazioni e lavorazioni del suolo, ed in cantina, attraverso l’uso di lieviti selezionati, tecniche di vinificazione e opportuni prodotti enologici, le strategie migliori secondo l’obiettivo enologico prefissato.

Fonti

  • Álvarez-Fernández MA, Carafa I, Vrhovsek U, Arapitsas P. Modulating Wine Aromatic Amino Acid Catabolites by Using Torulaspora delbrueckii in Sequentially Inoculated Fermentations or Saccharomyces cerevisiae Alone. Microorganisms. 2020 Sep 4;8(9):1349. doi: 10.3390/microorganisms8091349. PMID: 32899614; PMCID: PMC7565473.
  • Azzolini M, Tosi E, Lorenzini M, Finato F, Zapparoli G. Contribution to the aroma of white wines by controlled Torulaspora delbrueckii cultures in association with Saccharomyces cerevisiae. World J Microbiol Biotechnol. 2015 Feb;31(2):277-93. doi: 10.1007/s11274-014-1774-1. Epub 2014 Nov 12. PMID: 25388474.
  • Barbosa C, Mendes-Faia A, Lage P, Mira NP, Mendes-Ferreira A. Genomic expression program of Saccharomyces cerevisiae along a mixed-culture wine fermentation with Hanseniaspora guilliermondii. Microb Cell Fact. 2015 Aug 28;14:124. doi: 10.1186/s12934-015-0318-1. PMID: 26314747; PMCID: PMC4552253.
  • Beckner Whitener, ME, Carlin, S., Jacobson, D., Weighhill, D., Divol, B., Conterno, L., et al. Early fermentation volatile metabolite profile of non-Saccharomyces yeasts in red and white grape must: A targeted approach. LWT Food Sci. Tecnol. 64, 412-422 (2015). 
  • Belda I, Ruiz J, Esteban-Fernández A, Navascués E, Marquina D, Santos A, Moreno-Arribas MV. Microbial Contribution to Wine Aroma and Its Intended Use for Wine Quality Improvement. Molecules. 2017 Jan 24;22(2):189. doi: 10.3390/molecules22020189. PMID: 28125039; PMCID: PMC6155689.
  • Bisson LF, Karpel JE, Ramakrishnan V, Joseph L. Functional genomics of wine yeast Saccharomyces cerevisiae. Adv Food Nutr Res. 2007;53:65-121. doi: 10.1016/S1043-4526(07)53003-2. PMID: 17900497.
  • Calabretti A, La Cara F, Sorrentino A, Di Stasio M, Santomauro F, Rastrelli L, Gabrielli L, Limone F, Volpe MG. Characterization of volatile fraction of typical Irpinian wines fermented with a new starter yeast. World J Microbiol Biotechnol. 2012 Apr;28(4):1433-42. doi: 10.1007/s11274-011-0943-8. Epub 2011 Nov 19. PMID: 22805924.
  • Carpena M, Fraga-Corral M, Otero P, Nogueira RA, Garcia-Oliveira P, Prieto MA, Simal-Gandara J. Secondary Aroma: Influence of Wine Microorganisms in Their Aroma Profile. Foods. 2020 Dec 27;10(1):51. doi: 10.3390/foods10010051. PMID: 33375439; PMCID: PMC7824511.
  • Cordente AG, Solomon M, Schulkin A, Leigh Francis I, Barker A, Borneman AR, Curtin CD. Novel wine yeast with ARO4 and TYR1 mutations that overproduce ‘floral’ aroma compounds 2-phenylethanol and 2-phenylethyl acetate. Appl Microbiol Biotechnol. 2018 Jul;102(14):5977-5988. doi: 10.1007/s00253-018-9054-x. Epub 2018 May 9. PMID: 29744630.
  • Cordero-Bueso G., Esteve-Zarzoso B., Cabellos J. M., Gil-Díaz M., and Arroyo T. Biotechnological potential of non-Saccharomyces yeasts isolated during spontaneous fermentations of Malvar (Vitisvinifera Cv.L.). Eur. Food Res. Technol. 236, 193–207 (2013).
  • Demmig-Adams, B., and W.W. Adams. The role of xanthophyll cycle carotenoids in the protection of photosynthesis. Trends Plant Sci. 1:21-26 (1996).
  • Denat M, Pérez D, Heras JM, Querol A, Ferreira V. The effects of Saccharomyces cerevisiae strains carrying alcoholic fermentation on the fermentative and varietal aroma profiles of young and aged Tempranillo wines. Food Chem X. 2021 Feb 9;9:100116. doi: 10.1016/j.fochx.2021.100116. PMID: 33665608; PMCID: PMC7902897.
  • Dunlevy, J.D., K.L. Soole, M.V. Perkins, E.G. Dennis, R.A. Keyzers, C.M. Kalua, and P.K. Boss. Two O-methyltransferases involved in the biosynthesis of methoxypyrazines: Grape-derived aroma compounds important to wine flavour. Plant Mol. Biol. 74:77-89 (2010).
  • Dunlevy C. M., Kalua R. A., Keyzers P., Boss K. “The production of flavour and aroma compounds in grape berries”. J. D. Grapevine Molecular Physiology & Biotechnology, 293-340 (2009).
  • Eder M, Sanchez I, Brice C, Camarasa C, Legras JL, Dequin S. QTL mapping of volatile compound production in Saccharomyces cerevisiae during alcoholic fermentation. BMC Genomics. 2018 Mar 1;19(1):166. doi: 10.1186/s12864-018-4562-8. PMID: 29490607; PMCID: PMC5831830.
  • Eldarov MA, Kishkovskaia SA, Tanaschuk TN, Mardanov AV. Genomics and Biochemistry of Saccharomyces cerevisiae Wine Yeast Strains. Biochemistry (Mosc). 2016 Dec;81(13):1650-1668. doi: 10.1134/S0006297916130046. PMID: 28260488.
  • Escribano-Viana R, González-Arenzana L, Portu J, Garijo P, López-Alfaro I, López R, Santamaría P, Gutiérrez AR. Wine aroma evolution throughout alcoholic fermentation sequentially inoculated with non- Saccharomyces/Saccharomyces yeasts. Food Res Int. 2018 Oct;112:17-24. doi: 10.1016/j.foodres.2018.06.018. Epub 2018 Jun 7. PMID: 30131125.
  • Evert R.F., Eichhorn S. E. La biologia delle piante di Raven (2013).
  • Falcão, L.D., G. De Revel, M.C. Perello, A. Moutsiou, M.C. Zanus, and M.T. Bordignon-Luiz. A survey of seasonal temperatures and vineyard altitude influences on 2-methoxy-3-isobutylpyrazine, C13-norisoprenoids, and the sensory profile of Brazilian Cabernet Sauvignon wines. J. Agric. Food Chem. 55:3605-3612 (2007).
  • Failla O., Brancadoro L., Rossoni M., Scienza A., Le sostanze aromatiche della bacca. Supplemento a L’Informatore agrario, 14, 6-11 (2006).
  • Fernando Viana, Patricia Taillandier, Salvador Vallés, Pierre Strehaiano, Paloma Manzanares. 2-Phenylethyl Acetate Formation by Immobilized Cells of Hanseniaspora vineae in Sequential Mixed Fermentations. Am J Enol Vitic 62: 122-126; (2011).
  • Ferreira V, Lopez R. The Actual and Potential Aroma of Winemaking Grapes. Biomolecules. 2019 Dec 3;9(12):818. doi: 10.3390/biom9120818. PMID: 31816941; PMCID: PMC6995537.
  • Francesco Emanuelli, Juri Battilana, Laura Costantini, Loïc Le Cunff, Jean-Michel Boursiquot, Patrizia Questo, Maria S Grando. A candidate gene association study on muscat flavor in grapevine (Vitis viniferaL.). BMC Plant Biology, 10:241, (2010).
  • Frauke Lüddeke, Annika Wülfing, Markus Timke, Frauke Germer, Johanna Weber, Aytac Dikfidan, Tobias Rahnfeld, Dietmar Linder, Anke Meyerdierks, and Jens Hardera. Geraniol and Geranial Dehydrogenases Induced in Anaerobic Monoterpene Degradation by Castellaniella defragrans. Applied and Environmental Microbiology p. 2128–2136 (2012).
  • Fia G., Recchia A., Picchi M., Bertuccioli M., Monteleone E. Descrizione delle proprietà sensoriali della Vernaccia di San Gimignano: definizione della scheda di prodotto. Secondo Convegno Nazionale della Società Italiana di Scienze Sensoriali. Atti dei lavori, Milano, 30 giugno – 1 luglio 2008, 359-365.
  • García-Carpintero EG, Sánchez-Palomo E, Gómez Gallego MA, González-Viñas MA. Effect of cofermentation of grape varieties on aroma profiles of la mancha red wines. J Food Sci. 2011 Oct;76(8):C1169-80. doi: 10.1111/j.1750-3841.2011.02374.x. PMID: 22417581.
  • Gunata, Z., Bayonove, C., Baumes, R., Cordonnier, R. The aroma of grapes. I. Extraction and determination of free and glycosidically bound fractions of some grape aroma components. Journal Chromatography, 331, 1, 83-90 (1985).
  • Helwi P, Guillaumie S, Thibon C, Keime C, Habran A, Hilbert G, Gomes E, Darriet P, Delrot S, van Leeuwen C. Vine nitrogen status and volatile thiols and their precursors from plot to transcriptome level. BMC Plant Biol. 2016 Aug 8;16(1):173. doi: 10.1186/s12870-016-0836-y. PMID: 27498539; PMCID: PMC4976470.
  • Holt S, Cordente AG, Williams SJ, Capone DL, Jitjaroen W, Menz IR, Curtin C, Anderson PA. Engineering Saccharomyces cerevisiae to release 3-Mercaptohexan-1-ol during fermentation through overexpression of an S. cerevisiae Gene, STR3, for improvement of wine aroma. Appl Environ Microbiol. 2011 Jun;77(11):3626-32. doi: 10.1128/AEM.03009-10. Epub 2011 Apr 8. PMID: 21478306; PMCID: PMC3127618.
  • Irina Orlova, Amy Marshall Colon, Jennifer Schnepp, Barbara Legno, Marina Varbanova, Eyal Fridman, Joshua J. Blakeslee, Wendy Ann Peer, Angus S. Murphy, David Rhodes, Eran Pichersky, Natalia Dudareva. Reduction of benzenoid synthesis in petunia flowers reveals multiple pathways to benzoic acid and enhancement in auxin transport. Plant Cell 18:3458-3475 (2006).
  • Jolly NP, Varela C, Pretorius IS. Not your ordinary yeast: non-Saccharomyces yeasts in wine production uncovered. FEMS Yeast Res. 2014 Mar;14(2):215-37. doi: 10.1111/1567-1364.12111. Epub 2013 Nov 11. PMID: 24164726.
  • Katharina Zott, Cécile Thibon, Marina Bely, Aline Lonvaud-Funel, Denis Dubourdieu, Isabelle Masneuf-Pomarede. The grape must non-Saccharomyces microbial community: impact on volatile thiol release. Int J Food Microbiol. 151(2):210-5, (2011).
  • Krishnakumar T. Krishna Chaitanya Sajid Akbar. Uses of Enzymes to Improve Wine Aroma. https://www.researchgate.net/publication/350379006 (2021).
  • Maria Manuela Mendes-Pinto. Carotenoid breakdown products the—norisoprenoids—in wine aroma. Archives of Biochemistry and Biophysics, Volume 483, Issue 2, Pages 236-245, (2009).
  • Marzi F. M., Romani R. La degustazione, (2016).
  • Mathieu S., Terrier N., Procureur J., Bigey F., Gunata Z. “A Carotenoid Cleavage Dioxygenase from Vitis vinifera L. : functional characterization and expression during grape berry development in relation to C13-norisoprenoid accumulation”. Journal of Experimental Botany, Vol. 56, No. 420, pp. 2721–2731 (2005).
  • Medina K, Boido E, Dellacassa E, Carrau F. Growth of non-Saccharomyces yeasts affects nutrient availability for Saccharomyces cerevisiae during wine fermentation. Int J Food Microbiol. 2012 Jul 2;157(2):245-50. doi: 10.1016/j.ijfoodmicro.2012.05.012. Epub 2012 May 16. PMID: 22687186.
  • Mestres M., Busto O., Guasch J. “Analysis of organic sulfur compounds in wine aroma”. Review. Journal of Chromatography A, 881, 569-581, (2000).
  • Oliveira I, Ferreira V. Modulating Fermentative, Varietal and Aging Aromas of Wine Using non-Saccharomyces Yeasts in a Sequential Inoculation Approach. Microorganisms. 2019 Jun 6;7(6):164. doi: 10.3390/microorganisms7060164. PMID: 31174281; PMCID: PMC6616922.
  • Padilla Beatriz, Gil José V., Manzanares Paloma. Past and Future of Non-Saccharomyces Yeasts: From Spoilage Microorganisms to Biotechnological Tools for Improving Wine Aroma Complexity. Frontiers in Microbiology, 7:411 (2016).
  • Pascal Ribéreau-Gayon, Denis Dubourdieu, Bernard Donèche. Trattato di enologia, Edagricole, (2017).
  • Passoth V, Fredlund E, Druvefors UA, Schnürer J. Biotechnology, physiology and genetics of the yeast Pichia anomala. FEMS Yeast Res. 2006 Jan;6(1):3-13. doi: 10.1111/j.1567-1364.2005.00004.x. PMID: 16423066.
  • Perestrelo Rosa, Silva Catarina, Gonçalves Carolina, Castillo Mariangie, Câmara José S. An Approach of the Madeira Wine Chemistry. Beverages, 6:12 (2020).
  • Peyrot Des Gachons C, Tominaga T, Dubourdieu D. Sulfur aroma precursor present in S-glutathione conjugate form: identification of S-3-(hexan-1-ol)-glutathione in must from Vitis vinifera L. cv. Sauvignon blanc. J Agric Food Chem. 2002 Jul 3;50(14):4076-9. doi: 10.1021/jf020002y. PMID: 12083886.
  • Philippe Darriet, Takatoshi Tominaga, Valérie Lavigne, Jean-Noël Boidron, Denis Dubourdieu. Identification of a powerful aromatic component of Vitis vinifera L. var. sauvignon wines: 4-mercapto-4-methylpentan-2-one. Flavour and Fragrance Journal, 10 :385-392 (1995).
  • Prida, A., and P. Chatonnet. Impact of oak-derived compounds on the olfactory perception of barrel-aged wines. Am. J. Enol. Vitic. 61:408-413 (2010).
  • Rosi, I., Vinella, M. e Domizio, P. Characterization of β-glucosidase activity in yeasts of oenological origin. Journal of Applied Bacteriology, 77: 519-527 (1994).
  • Roujou de Boubée, D., C. Van Leeuwen, and D. Dubourdieu. Organoleptic impact of 2-methoxy-3-isobutylpyrazine on red Bordeaux and Loire wines. Effect of environmental conditions on concentrations in grapes during ripening. J. Agric. Food Chem. 48:4830-4834 (2000).
  • Ryona, I., B.S. Pan, D.S. Intrigliolo, A.N. Lakso, and G.L. Sacks. Effects of cluster light exposure on 3-isobutyl-2-methoxypyrazine accumulation and degradation patterns in red wine grapes (Vitis vinifera L. vv. Cabernet franc). J. Agric. Food Chem. 56:10838-10846 (2008).
  • Sang-Hwa Lee , Min-Jae Seo , Marc Riu , Joseph P. Cotta , David E. Block , Nick K. Dokoozlian , Susan E. Ebeler. Vine Microclimate and Norisoprenoid Concentration in Cabernet Sauvignon Grapes and Wines. Am J Enol Vitic. 58: 291-301, (2007).
  • Setati ME, Jacobson D, Andong UC, Bauer FF. The vineyard yeast microbiome, a mixed model microbial map. PLoS One. 2012;7(12):e52609. doi: 10.1371/journal.pone.0052609. Epub 2012 Dec 26. Erratum in: PLoS One. 2013;8(9). doi:10.1371/annotation/b9d307d9-f5c1-4e0d-8945-c5a747b6f58e. Bauer, Florian [corrected to Bauer, Florian Franz]. PMID: 23300721; PMCID: PMC3530458.
  • Swangkeaw J., Vichitphan S., Christian E., Butzke C. E., and Vichitphan K. The characterisation of a novel Pichia anomala β-glucosidase with potentially aroma-enhancing capabilities in wine. Ann. Microbiol. 59, 335–343, (2011). doi: 10.1007/BF03178336.
  • Swiegers J.H., et al. “Modulation of volatile thiol and ester aro¬mas by modified wine yeast”. Developments in Food Science 43. Flavour Science: Recent Advancements and Trends. W.L.P. Bredie and M.A. Peterson (eds.), pp. 113-116. Elsevier, Amsterdam (2006).
  • Swiegers JH, Capone DL, Pardon KH, Elsey GM, Sefton MA, Francis IL, Pretorius IS. Engineering volatile thiol release in Saccharomyces cerevisiae for improved wine aroma. Yeast. 2007 Jul;24(7):561-74. doi: 10.1002/yea.1493. PMID: 17492802.
  • Takatoshi Tominaga, Anton Furrer, Robert Henry, Denis Dubourdieu. Identification of new volatile thiols in the aroma of Vitis vinifera L. var. Sauvignon blanc wines. Flavour and Fragrance Journal, 13 :159-162 (1998).
  • Thibon C, Böcker C, Shinkaruk S, Moine V, Darriet P, Dubourdieu D. Identification of S-3-(hexanal)-glutathione and its bisulfite adduct in grape juice from Vitis vinifera L. cv. Sauvignon blanc as new potential precursors of 3SH. Food Chem. 2016 May 15;199:711-9. doi: 10.1016/j.foodchem.2015.12.069. Epub 2015 Dec 17. PMID: 26776028.
  • Tristezza M, Tufariello M, Capozzi V, Spano G, Mita G, Grieco F. The Oenological Potential of Hanseniaspora uvarum in Simultaneous and Sequential Co-fermentation with Saccharomyces cerevisiae for Industrial Wine Production. Front Microbiol. 2016 May 9;7:670. doi: 10.3389/fmicb.2016.00670. PMID: 27242698; PMCID: PMC4860541.
  • Wang, J., and V. De Luca. The biosynthesis and regulation of biosynthesis of Concord grape fruit esters, including ‘foxy’ methylanthranilate. Plant J. 44:606-619 (2005).
  • Wilson, B., Strass, C. R., Williams, P. J. Changes in free and glycosidically bound monoterpenes in developing Muscat grapes. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 32, 919-924 (1984).
  • Xiaoxu Yang, Yinshan Guo, Junchi Zhu, Zaozhu Niu, Guangli Shi, Zhendong Liu, Kun Li e Xiuwu Guo. Genetic Diversity and Association Study of Aromatics in Grapevine. J. AMER. SOC. HORT. SCI. 142(3):225–231. 2017. doi: 10.21273/JASHS04086-17.
  • Zambonelli Carlo. Microbiologia e biotecnologia dei vini. Edagricole, (2003).

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