Ecotossicologia: l’alga Pseudokirchneriella Subcapitata

Pseudokirchneriella Subcapitata

Pseudokirchneriella Subcapitata è una componente fondamentale per la tutela delle risorse idriche, difatti la sua presenza rappresenta un indice di salute delle acque. Le alghe effettuano il grande fenomeno che garantisce la vita: la fotosintesi, producono ossigeno ed attuano processi di autodepurazione.

P. Subcapitata è un’alga verde monocellulare che è usata in campo dell’ecotossicologia per effettuare saggi di tossicità. Il saggio è un valido strumento d’analisi per realizzare un sistema integrato di prevenzione e monitoraggio ambientale.

In figura 1 è possibile osservare la caratteristica forma dell’alga Pseudokirchneriella Subcapitata, apprezzata grazie all’utilizzo di un microscopio ad immersione con un ingrandimento 20x.

Pseudokirchneriella Subcapitata
Figura 1 – Pseudokirchneriella Subcapitata vista al microscopio ad immersione con ingrandimento 20x.

Cosa studia il saggio di tossicità algale?

Il saggio è un esperimento biologico che permette di valutare l’effetto tossico sulla crescita algale di una sostanza, un composto o di un campione ambientale. In particolare si valuta l’inibizione della crescita dell’alga. Per inibizione di crescita si intende l’impedimento o il rallentamento del normale sviluppo.

Qual è il campo di applicazione per il saggio di tossicità algale?

Questo saggio ecotossicologico è applicato su differenti matrici, come:

  • acque naturali, superficiali e sotterranee;
  • scarichi civili e industriali;
  • suoli di siti contaminati;
  • sedimenti fluviali.

Qual è il metodo da utilizzare per il saggio ecotossicologico?

Il metodo che permette di effettuare il test di tossicità su Pseudokirchneriella Subcapitata è la norma ISO 14442.

Per valutare l’inibizione di crescita si utilizza la densità ottica, che è analizzata tramite uno spettrofotometro UV-Visibile, alla lunghezza d’onda di 663 nm.

La misura di densità ottica (abbreviata con OD) è una misura indiretta della concentrazione cellulare; la sua determinazione quantitativa si basa sul fatto che quando il campione è colpito da radiazione luminosa, una parte di questa viene assorbita dal campione stesso in base alla sua concentrazione cellulare.

Qual è il principio del saggio ecotossicologico e come si applica?

Il principio del metodo è valutare la differenza di densità ottica tra il controllo e i campioni nelle differenti diluizioni.

Il primo passo è rigenerare la coltura algale, la quale deve avere un minimo valore di densità ottica di partenza. Successivamente preparate la soluzione di controllo e il campione tal quale e le sue successive diluizioni scalari, solitamente si effettua una diluizione due a scalare. Si effettuano 3 repliche per ogni concentrazione. La soluzione di controllo e le diluzioni del campione sono preparate con una soluzione ricca dei nutrimenti tipici dell’habitat naturale dell’alga. Infine, si aggiunge la stessa quantità di alghe nel controllo e nelle varie concentrazioni preparate.

Il saggio rappresenta un test cronico, l’analisi dura 72h e la misura di densità ottica si effettua ogni 24h.

I risultati possono essere espressi come percentuale di inibizione di crescita algale e/o come EC50 (concentrazione Efficace al 50 %= concentrazione che produce un effetto nel 50% degli organismi esposti). Un esempio di valutazione dell’EC50 % è mostrato in figura 2, dal quale si evince un’inibizione algale decrescente da sinistra verso destra.

Esempio del test per la valutazione dell' EC50 %.
Figura 2 – Esempio del test per la valutazione dell’ EC50%.

Il campione risulta tossico quando vi è una inibizione della crescita algale. Vi possono essere casi in cui non vi è inibizione di crescita, in quanto il campione non risulta tossico, ma al contrario si può assistere ad una proliferazione maggiore rispetto al controllo. Si ha, quindi, il fenomeno dell’ormesi, cioè una bio-stimolazione, che non sempre può essere interpretato in senso positivo, perché un campione del genere può portare al fenomeno dell’eutrofizzazione.

Eutrofizzazione

In termini formali la Direttiva CEE ENV 91/24 fornisce la definizione di eutrofizzazione: “arricchimento dell’acqua dovuto ad un carico di nutrienti (in particolar modo composti dell’azoto e del fosforo) che provoca una veloce proliferazione di alghe e di forme superiori di vite vegetale, producendo effetti indesiderati sull’equilibrio degli organismi e sulla qualità delle acque interessate”.

Quali sono i fattori che permetto di ottenere una crescita algale ottimale?

I fattori che hanno un ruolo importante per la crescita algale sono temperatura, luce e nutrienti.

Temperatura

La crescita algale tende ad aumentare proporzionalmente con l’aumento della temperatura, sino ad arrivare ad un plateau (dove vi è la massima crescita, solitamente a 20 ±2 °C), superata questa temperatura vi è una graduale decrescita. Per questo motivo le colture algali sono poste all’interno di frigo-termostati o camere termostatate a temperatura costante.

Luce

La crescita algale è influenzata dell’intensità di luce e dal fotoperiodo. La lampada da utilizzare deve avere una luce fredda, intorno a 1000 lux. Il fotoperiodo a cui sottoponiamo le alghe, è 7-8 ore di luce, intervallate da periodi di buio più o meno lunghi. L’esposizione alla luce, per un tempo maggiore, potrebbe procurare danni alla crescita algale.

Nutrienti

La chiave per la crescita della coltura algale è la presenza di nutrienti, in particolare azoto e fosforo, nel mezzo di coltura.

Quali sono i vantaggi e gli svantaggi di questo saggio di tossicità?

I vantaggi sono la possibilità di condurre in laboratorio una simulazione di ciò che avviene nell’ambiente, valutare l’impatto globale di tutti gli agenti inquinanti e quantificare l’effetto tossico dettato dall’inibizione. Inoltre, l’esecuzione del saggio non evidenzia dei veri e proprio svantaggi, ma limitazioni, come l’impossibilità di stabilire le cause dell’effetto tossico determinato.

Fonti

  • Water Quality – Fresh water algal growth inhibition test with unicellular green algae UN ISO 8692;
  • Water quality — Guidelines for algal growth inhibition tests with poorly soluble materials, volatile compounds, metals and waste water ISO 14442;
  • Passarelli P. & alt. (2003), Metodo spettrofotometrico per il test di inibizione algale “ Acqua & Aria n°5 maggio 2002;
  • Sbrilli G. (1998): “Metodologia di saggio algale per il controllo dei corpi idrici e delle acque di scarico”, ARPAT–CEDIF, Serie Ricerche e Formazione, Quaderno 8, Firenze;
  • Sbrilli G. et al. (2003): “Effects of Nutrients and Salinity on the Algal Assay Using P. subcapitata (Korshikov) Hindak”, Bull. Environ. Contam. Toxicol., 71, 609-616.
  • Direttiva CEE ENV91/24  (Al.1, art.2, c.11).
  • https://www.microbiologiaitalia.it/alghe/#:~:text=La%20sezione%20Alghe%20di%20Microbiologia,sono%20stati%20suddivisi%20per%20phyla.

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