Capillaria hepatica

Caratteristiche

Capillaria hepatica (chiamata anche Calodium hepaticum) è un verme parassita che si colloca nel phylum dei Nematodi, cioè i vermi dal corpo cilindrico (contrapposti ai pletelminti che hanno una forma a nastro); raffigura l’agente eziologico della malattia capillariasi epatica, che colpisce in particolare i roditori e i lagomorfi, ma può contagiare anche altri animali, come i mammiferi carnivori, e sporadicamente l’essere umano. Comunque, il serbatoio primario è rappresentato dai ratti. Questo parassita è distribuito in ogni sito del globo; i casi di infezione umana registrati sono circa 40, avvenuti in Africa, Asia, Europa, America settentrionale e meridionale. I fattori che facilitano l’infezione sono la scarsità delle condizioni igieniche e l’abbondanza delle popolazioni di roditori.

La prima descrizione di C. hepatica risale al 1893 in seguito alla scoperta di esemplari nel fegato di Rattus norvegicum; inizialmente il verme fu nominato Trichocephalus hepaticus, e in seguito sono stati introdotti altri nomi, ovvero Trichosoma hepaticum, Capillaria hepatica, Hepaticola hepatica e Calodium hepaticum.

Come gli altri nematodi, il corpo del parassita è rivestito da una cuticola che viene sostituita in vari stadi del ciclo vitale; nella superficie di essa si trovano fibre muscolari e tessuti epiteliali. I vermi adulti presentano un corpo snello, simile a un capillare, che si restringe all’estremità anteriore (Fig. 1A e 2A), mentre a quella posteriore si rigonfia gradualmente (Fig. 1C e 2C). Le dimensioni del maschio adulto vanno da 15 a 50 mm di lunghezza e 0,07-0,10 mm di diametro, mentre la femmina è lunga da 27 a 100 mm e larga 0,19 mm. C. hepatica possiede un esofago muscolare che comprende la metà del corpo nelle femmine, e un terzo del corpo nei maschi. Dal punto di vista genitale, la vulva della femmina appare come una struttura simile a un poro ed è situata nella regione ventrale; in più possiede un sacco uterino postvulvale (dove sono contenute le uova) che si proietta all’esterno (Fig. 1B). Per quanto concerne il maschio, è distinto da una guaina a forma di imbuto che si protrude dall’estremità posteriore, e due strutture somiglianti a delle lancette, le spicole copulatorie, che servono per dilatare la vulva della femmina durante l’accoppiamento e inoculare lo sperma (Fig. 2B e 2C).    

Le uova hanno una forma ovale, sono rivestite da un guscio a due strati disseminato di minipori, e misurano circa 55 μm per 30 μm (Fig. 3).

Figura 1 – Femmina adulta di C. hepatica isolata da fegato di ratto. A) Estremità anteriore; B) Regione mediana che mostra la vulva e il sacco uterino; C) Parte posteriore
Figura 1 – Femmina adulta di C. hepatica isolata da fegato di ratto. A) Estremità anteriore; B) Regione mediana che mostra la vulva e il sacco uterino; C) Parte posteriore [Byoung-Hoon Min et al., 2013]
Figura 2 – Maschio adulto di C. hepatica isolato da fegato di ratto. A) Estremità anteriore; B e C) Estremità posteriore in cui si vedono una spicola (punta di freccia) e la guaina spicolare (freccia)
Figura 2 – Maschio adulto di C. hepatica isolato da fegato di ratto. A) Estremità anteriore; B e C) Estremità posteriore in cui si vedono una spicola (punta di freccia) e la guaina spicolare (freccia) [Byoung-Hoon Min et al., 2013]
Figura 3 – Uova non embrionate di C. hepatica nell’utero della femmina (A) e in una biopsia epatica (B)
Figura 3 – Uova non embrionate di C. hepatica nell’utero della femmina (A) e in una biopsia epatica (B) [Byoung-Hoon Min et al., 2013 / www.cdc.gov]

Filogenesi

DominioEukaryota
RegnoAnimalia
PhylumNematoda
Classe Adenophorea
SottoclasseEnoplia
Ordine Enoplida
SottordineTrichinellina
Famiglia Trichuridae
GenereCapillaria
SpecieC. hepatica
Tabella 1 – Filogenesi di C. hepatica

Ciclo vitale

C. hepatica rientra nei parassiti monoxeni, ovvero che compiono il proprio ciclo biologico in un unico organismo ospite, senza passare per ospiti intermedi. Analogamente a Fasciola hepatica e Clonorchis sinensis, l’organo bersaglio di C. hepatica è il fegato. I vermi adulti si collocano a livello del parenchima epatico dove depositano le uova non contenenti l’embrione (non embrionate), che rimangono intrappolate nel tessuto circostante e non vengono espulse con le feci. Quando l’ospite infetto viene mangiato da un animale carnivoro, oppure muore e un animale saprofago si ciba della carcassa, le uova inghiottite attraversano il tratto digestivo e sono rilasciate all’esterno mediante le feci. In alternativa, la diffusione delle uova nel territorio può avvenire anche in seguito alla decomposizione delle carcasse infette. Le uova libere nell’ambiente raffigurano il percorso primario per la trasmissione del parassita; all’interno di esse si sviluppa l’embrione, e ciò comporta la conversione da non infettive a infettive. Questa fase richiede l’aria e l’umidità del terreno (per questo motivo le uova presenti nel fegato si trovano in uno stadio di quiescenza), e impiega un lasso di tempo compreso tra 6 settimane e 5 mesi. Il ciclo prosegue nel momento in cui un mammifero idoneo ingerisce le uova embrionate. Queste, una volta giunte all’intestino, liberano le larve al primo stadio, che penetrano nella mucosa intestinale e, mediante il sistema portale, arrivano al fegato in pochi giorni. Nel giro di 3-4 settimane le larve maturano, diventano adulte, si accoppiano e rilasciano una grossa quantità di uova non embrionate (nel fegato di un singolo roditore ne sono state trovate più di 938.000). I vermi adulti permangono nei tessuti epatici fino a 30-40 giorni e poi muoiono. Una raffigurazione del ciclo biologico del verme si può osservare in Figura 4.

Normalmente gli esseri umani entrano in contatto con C. hepatica attraverso cibo e acqua contaminati dalle uova infettive, o attraverso il terreno.

Figura 4 – Ciclo vitale di C. hepatica
Figura 4 – Ciclo vitale di C. hepatica [www.cdc.gov]

Patogenesi

Come accennato all’inizio, la patologia indotta da C. hepatica è denominata capillariasi epatica, caratterizzata da infiammazione cronica nel fegato, dove le uova e i vermi vengono attorniati da molteplici cellule infiammatorie, tra cui macrofagi, eosinofili, plasmacellule, cellule epitelioidi e cellule giganti multinucleate. I vermi adulti si aggirano per il parenchima epatico provocando riduzione del numero di epatociti e perdita della loro funzione; nel momento in cui muoiono, la decomposizione incrementa la risposta immunitaria dell’ospite, con conseguente infiammazione cronica, incapsulamento dei parassiti in fibre collagene (o calcificazione), che può condurre a fibrosi settale e cirrosi. La presenza delle uova, invece, causa la formazione di granulomi e necrosi, che nelle infezioni gravi può risultare in insufficienza epatica.

Le manifestazioni cliniche della malattia sono dolore addominale nella zona del fegato, calo ponderale, perdita dell’appetito, febbre, brividi, epatite, epatomegalia, ascite (accumulo di liquido nella cavità peritoneale, dovuto al blocco e alla successiva ipertensione della vena porta) e calcoli biliari.

Se non viene curata, la malattia può essere fatale; i sintomi non specifici e la difficoltà nella diagnosi comportano una sottostima dell’incidenza umana.

Illustriamo due casi di capillariasi epatica in ambito veterinario. il primo riguarda una giumenta purosangue di tre anni che era stata portata in un macello municipale in Giappone. Dall’ispezione ante-mortem l’animale era in buone condizioni fisiche e non manifestava segni di patologie. Tuttavia, l’esame post-morten rivelò la presenza nel fegato di noduli multifocali, il cui colore andava dal biancastro al marrone chiaro; questi vennero estratti, fissati in formalina e spediti all’Istituto di Ricerca Equina della Japan Racing Association per gli esami istologici. I noduli furono decalcificati, inclusi in paraffina, tagliati in sezioni e colorati con Ematossilina-Eosina. L’osservazione microscopica mostrò lesioni granulomatose e calcificate nel parenchima epatico, ognuna contenente uova dalla forma a barile, circondate da una capsula fibrosa (Fig. 5A). Le lesioni erano infiltrate da cellule immunitarie tra cui linfociti, macrofagi e pochi eosinofili. Le uova furono identificate come appartenenti a C. hepatica in base alle caratteristiche morfologiche.

Il secondo caso, avvenuto in Iran, concerne un gatto maschio di cinque anni che era stato investito da una macchina. L’esame ante-mortem non evidenziò alcuna anomalia fisica, mentre l’autopsia riferì fratture ossee ed emorragie associate all’incidente. Un aspetto rimarchevole fu il fegato pallido e leggermente ingrossato, con una superficie capsulare irregolare; in seguito al taglio della superficie dell’organo, si constatò che il parenchima era colmo di masse granulari dall’aspetto reticolare, racchiuse in linee giallastre. A questo punto si passò al prelievo di campioni di tessuto epatico, che furono trattati per ottenere dei preparati istologici. L’esame al microscopio ottico riscontrò lesioni con aggregati di uova di C. hepatica attorniate da necrosi, granulomi multifocali, congestione vascolare, emorragia, infiammazione e tessuto connettivo fibroso (Fig. 5B).

Figura 5 – Biopsie di fegato invaso da C. hepatica. L’immagine A mostra le uova incluse in tessuto fibroso, mentre nell’immagine B si osservano le uova (punta di freccia) circondate da necrosi epatica (stella) e infiltrato di leucociti (freccia)
Figura 5 – Biopsie di fegato invaso da C. hepatica. L’immagine A mostra le uova incluse in tessuto fibroso, mentre nell’immagine B si osservano le uova (punta di freccia) circondate da necrosi epatica (stella) e infiltrato di leucociti (freccia) [Alireza Sazmand et al., 2021 / Akihiro Ochi et al., 2017]

Identificazione

Poiché la capillariasi epatica è una malattia inconsueta negli esseri umani e i sintomi non sono specifici, capita spesso che non venga diagnosticata. Inoltre, i vermi o le uova non possono essere scovati nel sangue periferico o nelle feci, di conseguenza l’approccio diagnostico più indicato, in grado di confermare la diagnosi, è la biopsia epatica, che però rappresenta una procedura abbastanza invasiva.

Un’alternativa all’esame istologico è l’impiego di tecniche che consentono la ricerca di anticorpi contro gli antigeni delle larve di C. hepatica, che sono efficaci e più convenienti. Un esempio è il saggio di immunoassorbimento legato ad un enzima (ELISA) (Fig. 6). Questa analisi può essere accoppiata con l’esame emocromocitometrico, che evidenzia un forte aumento degli eosinofili (che possono arrivare a costituire il 50%-90% della conta totale dei leucociti), e con il dosaggio degli anticorpi di tipo E (IgE), che nel 60% degli individui affetti da capillariasi epatica superano il valore di 900 IU/mm. In aggiunta a ciò, molti pazienti sviluppano anticorpi anti-A e anti-B a causa della reattività crociata tra gli antigeni del parassita e gli antigeni dei gruppi sanguigni; questi anticorpi permangono per mesi.

Un’ulteriore metodica che può essere adoperata è l’immunofluorescenza indiretta che, come il test ELISA, è in grado di individuare anticorpi anti-C. hepatica nel siero. La differenza primaria è che utilizza come substrato delle sezioni di tessuto epatico provenienti da topi da laboratorio infetti.

Figura 6 – A) Raffigurazione schematica del saggio ELISA indiretto in cui gli anticorpi nel siero si legano agli antigeni adesi al fondo del pozzetto, mentre gli anticorpi marcati con un enzima si fissano agli anticorpi sierici. L’applicazione del substrato forma un complesso colorato. B) Micropiastra usata nel test ELISA in cui i pozzetti viola sono quelli positivi agli anticorpi ricercati
Figura 6 – A) Raffigurazione schematica del saggio ELISA indiretto in cui gli anticorpi nel siero si legano agli antigeni adesi al fondo del pozzetto, mentre gli anticorpi marcati con un enzima si fissano agli anticorpi sierici. L’applicazione del substrato forma un complesso colorato. B) Micropiastra usata nel test ELISA in cui i pozzetti viola sono quelli positivi agli anticorpi ricercati [didattica-2000.archived.uniroma2.it]

Trattamento e prevenzione

Il migliore approccio terapeutico per la capillariasi epatica è la somministrazione di tiabendazolo o albendazolo, due farmaci che agiscono legandosi alla proteina tubulina del nematode e impedendo la divisione cellulare.

Le misure profilattiche sono soprattutto le seguenti: evitare di mettersi le mani in bocca dopo aver manipolato il terriccio nei luoghi in cui la popolazione di roditori è massiva, non ingerire cibi o acqua potenzialmente contaminati, attuare programmi di controllo dei roditori e migliorare le norme igieniche.

Fonti

  • https://www.cdc.gov/parasites/capillaria/biology_c_hepatica.html
  • https://www.cdc.gov/dpdx/hepaticcapillariasis/
  • https://animaldiversity.org/accounts/Capillaria_hepatica/
  • https://www.sciencedirect.com/topics/biochemistry-genetics-and-molecular-biology/capillaria-hepatica
  • https://www.cabi.org/isc/datasheet/90335
  • https://didattica-2000.archived.uniroma2.it//Immunologia/deposito/Tecniche_Immunologiche.pdf
  • Byoung-Hoon Min, Haeng-Sook Lee, Soo-Jin Kim and Kyoung-Hwan Joo. 2013. “Isolated from the Liver of Mouse Infected with Artifcially Embryonated Eggs Collected from House Rats (Rattus norvegicus)”, Applied Microscopy
  • Moravec F. 1982. “Proposal of a new systematic arrangement of nematodes of the family Capillariidae”, Folia Parasitologica
  • Li Chao-Ding, Yang Hui-Lin, Wang Ying. 2010. “Capillaria hepatica in China”, World Journal of Gastroenterology
  • Alireza Sazmand, Monireh Khordadmehr, Alireza Nourian and Domenico Otranto. 2021. “Hepatic Capillaria hepatica (Bancroft, 1893) infection in cat (Felis catus)— histopathological findings and first report from Iran”, Parasitology Research
  • Olsen Oliver Wilford. 1986. “Animal Parasites: Their Life Cycles and Ecology (Third edition)”, New York City: Dover Publications
  • Ferreira Luiz Alves and Zilton A. Andrade. 1993. “Capillaria hepatica: a cause of septal fibrosis of the liver”, Memòrias do Instituto Oswaldo Cruz
  • Kim Dong-Kwan, Joo Kyoung-Hwan and Chung Myung-Sook. 2007. “Changes of cytokine mRNA expression and IgG responses in rats infected with Capillaria hepatica“, The Korean Journal of Parasitology
  • Akihiro Ochi, Tatsuro Hifumi, Takanori Ueno and Yoshinari Katayama. 2017. “Capillaria hepatica (Calodium hepaticum) infection in a horse: a case report”, BMC Veterinary Research
  • Klenzak Jennifer, Mattia Anthony, Valent  August, Goldberg John. 2005. “Hepatic capillariasis in Maine presenting as a hepatic mass”, The American Journal of Tropical Medicine and Hygiene. 
  • Sawamura Regina, Fernandes Maria Inez Machado, Peres Luiz Cesar, Galvão Lívia Carvalho, Goldani Helena Ayako Sueno, Jorge Salim Moysés, de Melo Rocha Gutemberg, de Souza Naul Motta. 1999. “Hepatic capillariasis in children: report of 3 cases in Brazil”, The American Journal of Tropical Medicine and Hygiene
  • Martina Juncker-Voss, Heinrich Prosl, Helga Lussy, Ulrike Enzenberg, Herbert Auer and Norbert Nowotny. 2000. “Serological Detection of Capillaria hepatica by Indirect Immunofluorescence Assay”, Journal of Clinical Microbiology

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